1. INTRODUCCIÓN

El corzo (Capreolus capreolus) (Figs. 1 y 2) es un cérvido con una amplia área de distribución en Europa y Asia. Durante siglos, ha sufrido tal presión por parte del hombre que sus poblaciones desaparecieron o disminuyeron de forma considerable en numerosas regiones. En la actualidad, debido a la conjunción de diferentes factores, entre los que se puede citar como uno de los más importantes el establecimiento de planes de gestión de la especie, ha recolonizado parte de su territorio original, bien de forma natural o bien mediante reintroducciones (Boisaubert y Boutin, 1990).
En España, el corzo se distribuye de forma homogénea por los Pirineos, Cordillera Cantábrica, Montes de León y mitad norte del Sistema Ibérico, penetrando a lo largo del Sistema Central hasta las proximidades de la Sierra de Gredos. En el sur existen poblaciones aisladas de corzos en los Montes de Toledo, Sierra Morena y Sierras de Cádiz y Málaga. Mientras que las poblaciones del norte se encuentran en expansión, las de las zonas más meridionales tienden a la disminución de sus efectivos (Aragón et al., 1995; Braza et al., 1989).
Un ejemplo significativo es el de Cataluña. El corzo se extinguió, pero a partir de los años 70, con la realización de reintroducciones tanto en la zona francesa próxima como en la catalana, se encuentra en plena expansión (Ruiz-Olmo y Aguilar, 1995) y en no muchos años poblará una parte importante del territorio catalán. Ejemplos como éste existen numerosos en toda España y todavía son bastantes las zonas que pueden ser recolonizadas por esta especie.
Una de las circunstancias que ha propiciado la expansión del corzo es la realización de un gran número de repoblaciones y reintroducciones en numerosas zonas de nuestro país. Estas actividades requieren la captura y manejo posterior de los animales, lo que conlleva un peligro para su vida debido fundamentalmente al estrés que se produce. Realizar la captura y manejo posterior de la forma lo menos estresante posible es uno de los objetivos fundamentales que hay que plantearse siempre que se trabaje con estos animales.
En el presente trabajo se hace una revisión de los métodos de captura del corzo así como del manejo postcaptura hasta su liberación. Con ello, se pretende dar a conocer una serie de particularidades que presenta esta especie y que tienen como finalidad reducir el estrés de los animales y, en definitiva, conseguir el mayor índice posible de supervivencia al realizar estas operaciones.

2. MÉTODOS DE CAPTURA

Muchas de las técnicas de captura empleadas en la actualidad son adaptaciones de las utilizadas ancestralmente, con la principal diferencia centrada en su objetivo. Antes era el de matar al animal para utilizarlo como alimento y ahora es el de capturarlo vivo e ileso hasta el momento de su liberación.

Fig. 2: Corzo macho.	Fig. 1: Grupo de corzos donde pueden observarse tres hembras (izquierda) y un macho. La forma del escudo anal, de riñón en los machos y de corazón en las hembras, permite diferenciar los sexos cuando los machos no poseen cuernos.

Fig. 3: Caja trampa para la captura de corzos.

La captura de ungulados salvajes no es un fin, sino un medio para llevar a cabo estudios científicos, programas de repoblación, reintroducciones, etc. Es por ello que en la elección del método de captura deben tenerse en cuenta una serie de factores de orden general (la seguridad de los operarios, la seguridad de los animales, la comodidad, la adaptación del método a las condiciones particulares del terreno y su especificidad), así como otros que respondan a las necesidades concretas del proyecto (el rendimiento medio del método, la selectividad a la hora de capturar animales de un sexo y una edad determinados, la capacidad para proporcionar grupos sociales o animales individuales, el número de operarios disponibles, el presupuesto del que se dispone, etc) (Berducou, 1993).
Los métodos de captura utilizados para el corzo se pueden clasificar en dos grandes grupos: métodos físicos y métodos químicos.

2.1. Métodos físicos
Existen diferentes métodos para la captura física de los corzos. Estos, se pueden dividir en métodos de captura física individual y colectiva. En este apartado comentaremos los que se utilizan con más frecuencia.

2.1.1. Métodos de captura física individual.
Los sistemas de captura individual tienen la ventaja de requerir poco personal, pero son poco selectivos por lo que respecta a los animales capturados. Los más utilizados en Europa son:

• Cajas trampa (Jones, 1984) (Fig. 3). Son jaulas metálicas o de madera con una o dos puertas corredizas que se cierran por un mecanismo de resorte cuando el animal entra en la caja. Es recomendable que tengan dos puertas, ya que los animales se fían más si ven una salida que si la jaula está cerrada por uno de los extremos. Se emplean alimentos (por ejemplo, alfalfa) o sal como cebo. Es por ello que su éxito depende de la necesidad de alimentarse que tenga el animal y, por lo tanto, será mucho más eficaz durante el invierno, cuando el alimento es más escaso (Jones, 1984). El mayor inconveniente de este sistema es que hay que vigilar la trampa constantemente para evitar que los animales se lesionen al intentar escapar.
  
• Lazos (Boutin et al., 1993b). Esta técnica consiste en colocar un cable metálico que se cierra sobre la extremidad cuando el animal lo pisa. Los lazos se colocan en los pasos que los animales utilizan habitualmente. Acostumbran a tener un dispositivo que evita la estrangulación de la extremidad, lo que a veces permite que puedan escaparse. Se trata de un método sencillo, más eficaz durante el invierno (Berducou, 1993) y adaptable a diferentes tipos de terreno. Sin embargo, requiere una vigilancia constante para evitar que el animal permanezca durante mucho tiempo atrapado y se produzcan lesiones en las extremidades.

Para resolver el principal problema de estos dos métodos, es decir, la necesidad de vigilar constantemente las trampas, se pueden utilizar transmisores a distancia que avisan cuando cae algún animal.

Fig. 5: Red vertical colocada en una zona llana.	Fig. 4: Red vertical colocadas en una zona subalpina para la captura de corzos.

• Reclamo (Van Laere et al., 1993). El uso del reclamo de corzo optimiza la captura de crías en los bosques cerrados y facilita la identificación de sus madres.
  
• Redes manuales. Son redes de poca longitud que, sostenidas por dos personas colocadas a ambos extremos, permiten acorralar al animal hasta que queda enredado en ella. Se emplean en animales en cautividad o capturados mediante trampas de corral (Jones, 1984).

2.1.2. Métodos de captura física colectiva.
Los sistemas de captura física colectiva requieren un mayor número de personas y una mayor inversión en material. No obstante, permiten capturar grupos numerosos. Los más utilizados en Europa para la captura del corzo son:

• Redes verticales (Boulin et al., 1993; Jones, 1984; Meneguz et al., 1994) (Figs. 4 y 5). Este es el método más utilizado para la captura de corzos. Consiste en disponer una serie de redes elevadas, sujetas en árboles o palos de madera situados cada 6-10 m. Uniendo tramos de red de 50 m de longitud y de 2.5 m de altura se puede conseguir una estructura con la forma (rectilínea, semicircular, en zig-zag, en embudo) y la longitud deseadas. Un grupo de personas realiza una batida para dirigir a los animales hacia la red. Otro grupo (una persona cada 50 m de red aproximadamente) permanece escondido a unos 20-30 m de la red para poder espantar los animales hacia la red y manejarlos con rapidez y eficacia cuando queden enredados (Jones, 1984).
• Redes de cañón. Se utilizan en campos abiertos donde anteriormente se han colocado cebos (alimentos o sal). Las redes son disparadas a distancia mediante cañones para que caigan sobre los animales.

2.2. Métodos químicos

El objetivo de estos métodos es la inmovilización química, mediante la cual suprimimos el comportamiento de huida o de defensa del animal. Este sistema es especialmente útil cuando hay que capturar especies agresivas o bien, especies muy estresables (Gauthier, 1993). Se trata de un método de captura individual que permite escoger al animal deseado. Es, por lo tanto, de elevada especificidad y selectividad. Sin embargo, el uso de agentes anestésicos implica un riesgo añadido para el animal debido a sus posibles efectos secundarios y a la dificultad que supone dosificar el anestésico en un animal del que no se conoce el peso exacto ni su estado de salud.

Fig. 6: Rifle anestésico para la captura química.	Fig. 7: Bolsas de red para el manejo postcaptura que permiten mantener inmovilizado al animal. Puede observarse también la máscara utilizada para cubrir los ojos de los animales capturados.

La búsqueda de anestésicos eficaces y seguros aún no ha terminado. El fármaco ideal sería aquel que tuviese un índice terapéutico (dosis letal/dosis efectiva) elevado, un periodo de inducción corto, que fuese poco irritante a nivel muscular, estable en una solución a temperatura ambiente, que dispusiese de un antídoto y que provocase pocos efectos secundarios (Gauthier, 1993, Fowler, 1986).
Cuando se anestesia un animal hay que tener en cuenta una serie de factores como son: la especie, el estado fisiológico (edad, sexo, gestación), la condición corporal, el estado psicológico (grado de estrés) y las condiciones ambientales (Kreeger, 1997; Fowler, 1986). Cualquier alteración de estos factores en una especie determinada puede tener una gran influencia en el resultado del procedimiento anestésico. Es también necesario tener cierta práctica para estimar el peso de los animales, para poder calcular la dosis necesaria de anestésico, y la distancia a la que se encuentra el animal, en el caso que se utilicen sistemas de teleanestesia (Fowler, 1986).
Los anestésicos se inyectan mediante dardos disparados con rifles anestésicos especialmente diseñados para ello (Fowler, 1986) (Fig. 6). También, se pueden emplear pistolas o cerbatanas (Jones, 1984), pero su distancia de disparo es más corta, por lo que se utilizan, casi exclusivamente, en animales en cautividad.
En nuestro país apenas se utiliza la teleanestesia para capturar ungulados salvajes, ya que la distancia de huida acostumbra a ser muy grande. Sin embargo, en otros países europeos sí que es muy utilizada, ya sea porque la captura física está prohibida (por ejemplo, en Austria), o bien, porque los ungulados no son perseguidos ni cazados y dejan que el hombre se acerque más a ellos.
No existe un protocolo tipo para la inmovilización de los animales salvajes debido a la gran variedad de posibles situaciones. Es por ello que hay que crearse un árbol de decisiones que tenga en cuenta la especie, su biotopo y los objetivos de la captura (Gauthier, 1993). En algunos casos, el factor económico puede influir en la elección.
Las combinaciones y dosis anestésicas que se utilizan en el corzo son las siguientes:

• Xilacina + Ketamina: 3 mg/kg + 5 mg/kg (+ 2.5 mg/kg de ketamina) (Kreeger, 1997)
  
• Xilacina + Ketamina: 0.5-2 mg/kg + 5-8 mg/kg (Jones, 1984)
  
• Hellabrunner Mischung (125 mg de xilacina + 100 mg de ketamina/ml): 0.13 ml/10 kg (Giacometti, 1994)
  
• Medetomidina + Ketamina: 50-60 mg/kg + 1-2 mg/kg (Jalanka y Roeken, 1990).
  
• Immobilon + Xilacina. 0.3 ml + 5 mg/adulto (Giacometti, 1994)

La sedación se puede conseguir utilizando los siguientes fármacos:

• Xilazina: 0.5-1.0 mg/kg (Seal y Bush, 1987).
  
• Acepromacina: 0.05-0.1 mg/ml (Arnemo et al., 1993).

3. MANEJO POSTCAPTURA

Tanto si se utilizan métodos químicos como físicos para capturar corzos, lo primero que hay que hacer es contener al animal para disminuir el estrés y evitar que se lesione y, a continuación, cubrirle los ojos con algún tipo de máscara de tela para privarle de los estímulos visuales y así reducir en lo posible la respuesta de estrés (Fig. 7). Hay que tener cuidado en no tapar los orificios nasales con la máscara para no dificultar la respiración.
Los animales deben colocarse en decúbito esternal para permitir la salida de gases del rumen ya que si se mantienen en decúbito lateral, pueden desarrollar un timpanismo. Especialmente cuando se utilizan anestésicos, la cabeza debe mantenerse elevada y la boca dirigida hacia abajo para que el exceso de saliva y, en caso de reflujo ruminal, el contenido salgan de ella. Si hay que girar al animal, es preferible hacerlo sobre su esternón en lugar de sobre su espalda, ya que esto puede provocar el reflujo ruminal (Nielsen, 1999).
Es muy importante controlar la temperatura corporal del animal para que no aumente excesivamente. Para ello, lo primero que hay que hacer es colocarlo en un lugar donde la temperatura ambiental le permita disipar el calor generado por el ejercicio y por la respuesta de estrés desencadenada por el procedimiento. Una manera fácil de conseguirlo es poniendo el animal a la sombra. Si la temperatura supera los 40ºC hay que ventilarlo o mojarlo con agua para incrementar la pérdida de calor a través de su evaporación (Kreeger, 1997). Es importante frotar la piel al mismo tiempo que se vierte el agua. Para controlar la temperatura corporal pueden tomarse medidas de la temperatura rectal o bien de la timpánica (Drew, 1998). En el caso de animales inmovilizados mediante anestésicos hay que controlar la frecuencia respiratoria, la frecuencia cardíaca, la calidad del pulso y la saturación de oxígeno, además de la temperatura.
Al mismo tiempo, con el animal inmovilizado podemos valorar su condición corporal, peso, edad, realizar una exploración clínica y obtener muestras para su posterior análisis (Nielsen, 1999), además de otros datos que se quieran recoger.
Durante todo el manejo, los operadores deben trabajar con cuidado para evitar ser dañados por las reacciones bruscas del animal, especialmente cuando se trabaja con machos con cuernos. Además, es preciso que se trabaje con mayor silencio posible para reducir el estrés y, si es el caso, para mantener el plano anestésico sin necesidad de administrar más anestesia. Puede ser útil introducir algodón en el conducto auditivo externo a modo de tapón para reducir los estímulos sonoros. La colocación de estos tapones tienen el inconveniente de que se nos puede olvidar quitarlos antes de dejar en libertad el animal.
El uso de neurolépticos permite reducir los efectos que ejercen el estrés físico y el psicológico sobre los animales y facilita su manejo, transporte (Hofmeyr, 1981) y adaptación a la cautividad (Atkinson y Blumer, 1997, Ebedes, 1993). Los neurolépticos incluyen los llamados tranquilizantes mayores, es decir, las fenotiacinas (acepromacina, perfenacina y otras), las butirofenonas (haloperidol, droperidol y azoperona) y los tioxantenos (zuclopentixol). Los tranquilizantes menores, como las benzodiacepinas, se incluyen en el grupo de fármacos ansiolíticos (Rang y Dale, 1991). Según la duración de su efecto, los neurolépticos se clasifican en neurolépticos de corta duración (hasta 18 horas) y neurolépticos de larga duración (entre 3 y 21 días). Para procedimientos cortos puede utilizarse la acepromacina a dosis de 0.05-0.1 mg/kg (Arnemo et al., 1993). Cuando los animales van a mantenerse un tiempo en cautividad o van a ser sometidos a un transporte largo es recomendable utilizar combinaciones de neurolépticos de corta y de larga duración para que sus efectos se complementen (Ebedes y Raath, 1999). Una de las más utilizadas es la que combina el haloperidol con enantato de perfenacina (Atkinson y Blumer, 1997; Ebedes y Raath, 1999).

4. MARCAJE

El marcaje de corzos está relacionado directamente con su captura y se puede realizar con diferentes finalidades, tanto desde el punto de vista científico como de su gestión. Estas dos finalidades, con frecuencia, están íntimamente relacionadas, ya que los datos científicos así obtenidos se pueden aplicar con posterioridad a la gestión. En España, hasta la fecha no existe legislación específica sobre marcaje de animales salvajes (a excepción de las aves). El marcaje está vinculado a la normativa que regula la captura de especies salvajes.
El marcaje es necesario para identificar individualmente a los animales dentro de una población, ya que la baja variabilidad morfológica entre los corzos no permite un reconocimiento individual fiable (Nietfeld et al., 1994). Las técnicas de marcaje que podemos utilizar en el corzo son muy variadas y dependen de la naturaleza y del objetivo de la captura. Esta técnicas evolucionan en relación al desarrollo de nuevos materiales y tecnologías.

Fig. 8: Marcaje mediante collares de colores.

Antes de seleccionar una técnica en particular debemos considerar: el período de tiempo durante el cual debe permanecer la marca (temporal, semipermanente o permanente), la distancia a la que los animales marcados pueden ser identificados, la necesidad de una identificación individual, la rapidez con que deben ser marcados los animales, el tiempo disponible para identificar los animales marcados y el efecto del marcaje sobre la supervivencia o su comportamiento (Nietfeld et al., 1994).
La elección de un determinado método debe tener en cuenta los siguientes criterios: producir el mínimo dolor o estrés, no producir efectos adversos sobre la supervivencia y el comportamiento, tener unas buenas características de retención y durabilidad, ser fácil de reconocer, de aplicar y de obtener, y ser relativamente económico.
En el corzo, al igual que en el resto de los ungulados silvestres, son numerosos los métodos de marcaje visual que se pueden utilizar, pero los más empleados son las etiquetas auriculares y los collares (sistemas semipermanentes). Las etiquetas, que pueden ser metálicas o de plástico (existen diferentes formas, tamaños y colores), deben estar numeradas y dependiendo del objetivo del marcaje es conveniente poner dos, una en cada pabellón auricular. Los collares (Fig. 8), que pueden ser de cuero o de plástico, es aconsejable que sean extensibles cuando los coloquemos en corzos jóvenes o en machos. Sobre los collares se pueden colocar etiquetas numeradas o puede utilizarse otro sistema complementario que facilite la identificación del animal. Para evitar problemas posteriores, al montar el collar hay que dejar un espacio de aproximadamente dos dedos entre éste y el cuello del corzo. (Boutin et al., 1993a).

5. TRANSPORTE

Los animales salvajes pueden transportarse utilizando cajas de transporte individuales, o bien, en contenedores de transporte de vehículos acondicionados para tal fin (Joslin y Collins, 1999; Ebedes, 1993). Ambos sistemas deben cumplir unos requisitos básicos: deben ser resistentes, estar bien ventilados pero sin corrientes de aire, deben proporcionar oscuridad y deben disponer de un suelo antideslizante (paja o serrín). Además, en el caso del transporte por carretera, el vehículo debe estar en buenas condiciones para circular y debe ser conducido por una persona experta en el transporte de animales (Ebedes y Raath, 1999). En los viajes largos, los animales deben disponer de suficiente espacio para poder tumbarse sin ser pisados (Ebedes, 1993). También, hay que suministrarles agua (es útil poner bloques de hielo dentro de las cajas o de los contenedores para que los animales puedan lamerlos durante el viaje).
El transporte debe realizarse en el menor tiempo posible. Hay que seguir la ruta más corta, pero a través de las carreteras que estén en las mejores condiciones. Hay que evitar las carreteras con muchos baches. No hay que pasar a través de las grandes ciudades ni de rutas que impliquen parar y arrancar repetidamente. Los conductores deben conocer perfectamente la ruta. En los traslados de larga duración hay que realizar paradas a intervalos regulares (cada 2 ó 3 horas) de unos 15 minutos para inspeccionar a los animales y para que el conductor descanse. La inspección de los animales debe hacerse de forma discreta para no molestarlos (Ebedes, 1993).
Es mejor transportar los animales despiertos, pero es recomendable administrarles tranquilizantes. Éstos permiten reducir el impacto que tienen sobre ellos toda una serie de factores estresantes que aparecen durante el transporte, como son: el hambre, la sed, la proximidad humana, los conflictos entre los animales, las frenadas repentinas, la conducción brusca, etc. Además de reducir el estrés, el uso de tranquilizantes permite reducir el número de lesiones y la mortalidad durante el transporte. Los tranquilizantes deben administrarse lo antes posible una vez capturados (Ebedes y Raath, 1999).
No hay que transportar juntos los animales de especies diferentes ni los animales agresivos. Hay que separarlos mediante cajas individuales o particiones sólidas. En general, las hembras, los jóvenes y los machos subadultos pueden transportarse juntos (Ebedes, 1993). Los machos adultos y los subadultos agresivos deben ser tranquilizados y transportados en cajas individuales. En el caso que haya que mantenerlos en un mismo grupo, hay que tranquilizarlos todos a la vez, ya que los animales no tranquilizados pueden agredir y lesionar a los que ya lo están (Ebedes y Raath, 1999). Para reducir los conflictos entre los animales, hay que capturar y transportar juntos a los miembros de una misma família o grupo social. En los grupos familiares sólo suele ser necesario tranquilizar a los animales adultos, ya que así su actividad se reduce y los jóvenes se calman. A veces hay que administrar una dosis baja de tranquilizante a los animales jóvenes cuando están hiperexcitados o son separados temporalmente de sus madres.
Para transportar corzos, es necesario cortarles los cuernos cuando se transporten varios animales en una misma caja o contenedor. Sin embargo, esto solo puede llevarse a cabo cuando los cuernos estén completamente desarrollados. Es peligroso transportar a los animales si los cuernos aún están desarrollándose, ya que son estructuras muy vascularizadas y se pueden producir fácilmente heridas y hemorragias. En el Real Decreto 66/1994, por el que se establecen las normas relativas a la protección de los animales durante el transporte, se prohíbe transportar a los cérvidos en el periodo de renovación de los cuernos (Anexo, Capítulo IV, 43.9).

6. LIBERACIÓN

El lugar elegido para la liberación de los corzos ha de tener unas características determinadas. Los requerimientos ecológicos necesarios de la zona que hay que tener en cuenta son, principalmente: que sea tranquila y alejada de poblaciones, carreteras y accidentes geográficos pronunciados. También, es aconsejable que en la zona no se cace durante un tiempo razonable para permitir el asentamiento de los animales.
Existen dos formas posibles de liberación de los animales en el lugar de destino. Por un lado, la liberación inmediata desde las cajas o vehículos en los que se transportan (Figs. 9 y 10), y por otro lado la liberación retardada, en recintos o cercados de aclimatación.
No existe un criterio unánime sobre la conveniencia de utilizar uno u otro método. Para algunos autores, es absolutamente necesario un periodo de aclimatación en un recinto durante 1 a 4 semanas para reducir el estrés de la captura y del transporte (Tarello, 1991). El lugar ha de ser lo suficientemente tranquilo como para que los animales se recuperen. De esta forma, además permite la realización de un control sanitario adecuado, ya que hay que asegurarse al máximo que no se introduzcan agentes patógenos que se puedan transmitir a otros individuos e incluso a otras especies. Cuando llega el momento de la liberación, es conveniente permitir que los animales vayan saliendo por sí solos al dejar abierta la puerta del cercado. Ha de realizarse en una época favorable, preferiblemente la primavera (mayo).

Fig. 9: Cajas individuales para el transporte de corzos.	Fig. 10: Liberación de un ejemplar que lleva un collar de radioseguimiento.

Sin embargo, algunos expertos piensan que lo mejor es una liberación inmediata siempre que el lugar y la época sean adecuados. En este caso, los vehículos se han de dirigir adecuadamente para que los animales cuando salgan de las cajas o del mismo vehículo, puedan tener delante una extensión de terreno amplia y sin la presencia humana. Hay que tener cuidado porque en estos momentos se pueden producir numerosos traumatismos por el miedo que produce en los animales esta situación. Si los corzos se encuentran anestesiados, se dejarán en el suelo en un lugar alejado del vehículo, se realizará una última exploración y se administrará el antídoto, permitiendo que el animal se recupere, levante y marche por sí solo, sin interferencias humanas. En el caso de anestésicos no reversibles, se dejará a los animales en el suelo y se les observará permanentemente hasta que despierten, se recuperen y marchen.

Fig. 11: Fractura múltiple bilateral de las apófisis transversas de las vértebras lumbares.

Por último, es conveniente que, en cualquier caso, los animales que se liberen estén marcados para poder realizar un seguimiento y comprobar el éxito o fracaso de la liberación, así como realizar la necropsia si alguno de los corzos muere durante o después de la liberación.

7. CONSECUENCIAS ADVERSAS DE LA CAPTURA

La respuesta de estrés que provoca la captura y la manipulación de los animales salvajes tiene, sin duda, un valor adaptativo, pero si ésta es exagerada o si el animal no supera la situación que la desencadena puede tener efectos negativos. En los animales salvajes las principales consecuencias de la respuesta de estrés son los traumatismos (contusiones, fracturas (Fig. 11), luxaciones, hemorragias externas...), los procesos cardiovasculares, las paradas respiratorias, las alteraciones digestivas, los trastornos reproductivos y la inmunosupresión, que incrementa la sensibilidad de los animales a los agentes infecciosos (Gibert, 1991). No obstante, uno de los procesos patológicos más frecuentes provocado por la captura y el manejo de los ungulados salvajes es la miopatía de captura.

7.1. Miopatía de captura

Miopatía de captura es el término que con más frecuencia se utiliza para describir el proceso de degeneración de los músculos esqueléticos y cardíaco que sufren muchos mamíferos y aves salvajes durante su captura y manejo. No obstante, se trata de un síndrome que también afecta al hombre y a los animales domésticos (Bartsch et al., 1977; Young, 1995) y que también se conoce con los nombres de rabdomiolisis debida al ejercicio, miopatía de estrés, enfermedad por sobreesfuerzo, polimiopatía degenerativa, miopatía de transporte o necrosis muscular (Bartsch et al., 1977; Chalmers y Barret, 1982).
Los animales salvajes en los que se ha descrito con más frecuencia este síndrome son los miembros de las familias Cervidae y Bovidae (Young, 1995). Los animales pueden padecer miopatía de captura independientemente de la época del año (aunque es más frecuente cuando las temperaturas son más elevadas), del estado de salud y del sexo (Chalmers y Barret, 1982) y del método de captura físico o químico utilizado. Exceptuando algunas especies, los animales jóvenes son menos susceptibles a padecer miopatía de captura que los adultos.
En los animales salvajes, además del ejercicio físico, el estrés provocado por el miedo juega un papel muy importante en el desarrollo de este proceso (Chalmers y Barret, 1982; Young, 1995). La importancia de la deficiencia de vitamina E o de selenio en la etiología de la miopatía de captura aún no ha sido aclarada (Chalmers y Barret, 1982). En los animales afectados se han descrito cuatro síndromes clínicos: el shock de captura, el síndrome atáxico mioglobinúrico, el síndrome de ruptura muscular y el síndrome retardado-sobreagudo (Spraker, 1993).

• Shock de captura. Se observa en los animales recién capturados y en los animales inmovilizados. La muerte se produce entre la primera y la sexta hora después de la captura. Los principales signos clínicos son la depresión, la taquipnea, la taquicardia, la hipotensión y la hipertermia. La patogenia es similar a la de un shock vasogénico-neurológico. Una estimulación simpática prolongada provoca un aumento de la capacidad vascular y una disminución de la presión sanguínea. Se produce una congestión a nivel capilar que da lugar a la disminución del gasto cardíaco, con la consiguiente hipoxia y posible muerte del animal.
  
• Síndrome atáxico mioglobinúrico. Es probablemente el más frecuente. Se puede observar a partir de varias horas hasta unos cuantos días después de la captura. Los animales presentan ataxia, contracturas musculares en el cuello y mioglobinuria. La superviviencia depende de la gravedad de las lesiones, que se localizan a nivel renal y muscular. En los riñones, la hipoxia debida a la vasoconstricción (provocada por la activación del sistema nervioso simpático y por las catecolaminas) provoca necrosis tubular, la cual se agrava por la acción de la mioglobina. Si la necrosis tubular es grave puede provocar una insuficiencia renal. Las lesiones musculares también son debidas a la hipoxia, que conlleva un metabolismo anaerobio y una acidosis que conducen a la necrosis muscular. Estos animales mueren principalmente de insuficiencia renal, azotemia y acidosis (Figs. 12, 13 y 14).

Fig. 12: Orina de un corzo que murió por una miopatía de captura. El color marrón oscuro es debido a la presencia de gran cantidad de mioglobina.	Fig. 13: Microfotografía de una muestra de riñón de un corzo donde se observa la presencia de un pigmento intracitoplasmático de color marrón amarillento (mioglobina) además de células tubulares degeneradas. La nefrosis mioglobinémica es una lesión típica de la miopatía de captura.

Fig. 14: Microfotografía de una muestra de músculo esquelético de un corzo donde se observa hialinización y fragmentación de las fibras musculares y la presencia de un infiltrado inflamatorio entre los restos de las fibras musculares degeneradas típicas de una miopatía de captura.

8. AGRADECIMIENTOS

El presente trabajo de revisión forma parte de un proyecto de investigación sobre "Valoración del estrés de captura y manejo del corzo (Capreolus capreolus)" con referencia AGF97-0493, que ha sido financiado por la Comisión Interministerial de Ciencia y Tecnología (CICYT).

9. BIBLIOGRAFÍA

1. Aragón S, Braza F, San José C. Socioeconomic, physiognomic, and climatic factors determining the distribution pattern of roedeer Capreolus capreolus in Spain. Acta Theriol 1995; 40: 37-43.
   
2. Arnemo JM, Negard T, Soli NE. Deer farming in Norway. A review of the currently available drugs that can be used for immobilization, pain relief and anaesthesia. Norsk-Veterinaertidsskrift 1993; 105: 517-521.
   
3. Atkinson MW, Blumer ES. The use of a long-acting neuroleptic in the mongolian wild horse (Equus przewalskii przewalskii) to facilitate the establishment of a bachelor herd. Proceedings American Association of Zoo Veterinarians 1997; 199-200.
   
4. Bartsch RC, McConell EE, Imes GD, Schmidt JM. A review of exertional rhabdomyolisis in wild and domestic animals and man. Vet Pathol 1977; 14: 314-324.
   
5. Berducou C. Chamois et isards: bilan des captures per filets pièges et engins divers realisées en France au course des trente dernières années (1958-1989). Actes du symposium sur les techniques de capture et de marquage des ongulès sauvages. Meze, Herault, 20-22 mars 1990: 113-120.
   
6. Boisaubert B, Boutin JM. Le chevreuil. Hatier, París. 1990.
   
7. Boutin JM, Delorme D, Van Laere G. Materiel utilise pour le marquage des chevreuils (Capreolus capreolus) sur les Reserves de Chize et de Trois Fontaines. Actes du symposium sur les techniques de capture et de marquage des ongulès sauvages. Meze, Herault, 1990: 225-229.
   
8. Boutin JM, Angibault JM, Van Laere G, Delorme D. Bilan des experiences françaises en matière de capture du chevreuil (Capreolus capreolus). Actes du symposium sur les techniques de capture et de marquage des ongulès sauvages. Meze, Herault, 1990; 73-76.
   
9. Braza F, Varela I, San José C, Cases V. Distribution actuelle du chevreuil (Capreolus capreolus), du daim (Dama dama) et du cerf (Cervus elaphus) en Espagne. Z Saugetierkunde 1989; 54: 393-396.
   
10. Chalmers GA, Barret MW. Capture myopathy. En: Noninfectious diseases of wildlife. Hoff GL y Davis JW. (eds) Iowa State University Press, Ames. 1982; 84-94.
    
11. Drew ML. Comparison of tympanic membrane and rectal temperatures of anesthetized fallow deer (Dama dama). J Zoo Wildl Med 1998; 29: 338-340.
    
12. Ebedes H. Game ranching in South Africa. En: Zoo and wild animal medicine. Current therapy 3. Fowler ME (ed.) WB. Saunders Company, Philadelphia. 1993; 112-123.
    
13. Ebedes H, Raath JP. Use of tranquilizers in wild herbivores. En: Zoo and wild animal medicine. Current therapy 4. Fowler ME (ed.) WB Saunders Company, Philadelphia. 1999; 575-585.
    
14. Fowler ME. Restraint. En: Zoo and wild animal medicine. 2ª ed. Fowler ME (ed.). WB Saunders Company, Philadelphia. 1986; 38-50.
    
15. Gauthier D. Practiques françaises en matière d'immobilisation par voie chimique: synthese des questionnaires et expérience du Parc National de la Vanoise. Actes du symposium sur les techniques de capture et de marquage des ongulès sauvages. Meze, Herault, 20-22 mars 1990: 7-17.
    
16. Giacometti M. Projektoren, Injektionsysteme und Medikamente bei der medikamentellen Immobilisation von ausgewählten Schalenwildarten: eine Übersicht. Tie- räztl, Mschr., 1994; 81: 141-144.
    
17. Gibert P. Consequences de la capture et des manipulations sur la physiologie des ongulés sauvages. Incidence pathologique. Bilan des connaissances. Bulletin Mensuel ONC, 1991; 161: 31-40.
    
18. Hofmeyr JM. The use of haloperidol as a long-acting neuroleptic in game capture operations. J S Afr Vet Assoc 1981; 52: 273-282.
    
19. Jalanka HH, Roeken BO. The use of medetomidine, medetomidine-ketamine combinations, and atipemazole in nondomestic mammals: a review. J Zoo Wildl Med 1990; 21: 259-282.
    
20. Jones DM. Physical and chemical methods of capturing deer. Vet Rec 1984; 114: 109-112.
    
21. Joslin JO, Collins D. Designing an ideal animal shipment. En: Zoo and Wild Animal Medicine. Current Therapy 4. Fowler ME (ed.). WB. Saunders Company, Philadelphia. 1999; 17-26.
    
22. Kreeger JM. The capture event. En: Handbook of Wlidlife Chemical Immobilzation. 2ª ed. Kreeger JM (ed.). International Wildlife Veterinary Services, Laramie. 1997.
    
23. Meneguz PG, Rossi L, De Mmeneghi D. Esperienze di cattura di caprioli (Capreolus capreolus) e di camosci (Rupicapra rupicapra) con reti verticali. BIPAS 1994; 11:107-114.
    
24. Nielsen L. Postcapture management. En: Chemical immobilization of Wild and Exotic Animals. 1ª ed. Nielsen L (ed.). Iowa State University Press, Ames. 1999; 161-187.
    
25. Nietfelt MT, Barrett MW, Silvy N. Wildlife marking techniques. En: Research and management techniques for wildlife and habitats. Bookhout TA (ed.). The Wildlife Society Bethesda, Maryland. 1994; 140-168.
    
26. Rang HP, Dale MM. Neuroleptic drugs. En: Pharmacology. 2ª ed. Rang HP, Dale MM (ed.). Longman Group UK Limited, New York. 1991; 643-659.
    
27. Ruiz-Olmo J, Aguilar A. Els grans mamífers de Catalunya i Andorra. Lynx Edicions, Barcelona. 1995.
    
28. Seal US, Bush M. Capture and chemical inmobilization of cervids. En: Biology and management of the cervidae. Wemmer, CM (ed.). Smithsonian Inst Prerss, Washington DC. 1987; 480-504.
    
29. Spraker TR. Stress and capture myopathy in artiodactils. En: Zoo and Wild animal medicine. Current therapy 3. Fowle, ME (ed.) WB. Saunders Company, Philadelphia. 1993; 481-488.
    
30. Tarello W. Il Cervo e il capriolo. Musumeci editore, Quart, Italia. 1991; 453-475
    
31. Van Laere G, Boutin JM, Magar A, Texier L. Intérêt de l'utilisation de l'appeau pour la capture de faons de chevreuil (Capreolus capreolus) et l'identification des chevrettes. Actes du symposium sur les techniques de capture et de marquage des ongulès sauvages. Meze, Herault, 20-22 mars 1990. 1993; 7-17.
    
32. Young LA. Comparative pathophysiology of exertional rhabdomyolisis in man, domestic, and exotic animals. Proc.13th ACVIM Forum, Lake Buena Vista, Fl. 1995.